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„Cassava Source-Sink“ – AG Wolfgang Zierer

Abbildung 1
Abb.1: Speicherwurzeln einer 10 Monate alten Cassava Pflanze

Unser Team strebt danach den Ertrag von Cassava zu erhöhen. Cassava ist eine tropische Nutzpflanze die weltweit mehr als 800 Millionen Menschen mit Nahrung versorgt. Besonders in Sub-Sahara Afrika besitzt die Pflanze eine enorme Bedeutung für die Nahrungssicherheit der lokalen Kleinbauern.

Der 3-4 Meter hohe Strauch bringt unter guten Bedingungen zahlreiche stärkehaltige Speicherwurzeln hervor. Die Wurzeln (Abb. 1) und die Stärke in diesen Wurzeln bilden die Basis für vielfältige Nahrungsmittel.

Abbildung 2
Abb.2: Eine 4 Meter hohe Cassava Pflanze des Genotyps 60444

So werden die Wurzeln beispielsweise gekocht oder frittiert gegessen, oder die Stärke in den Wurzeln wird zu Produkten wie dem afrikanische Gari, eine Art Brei, verarbeitet.

Abbildung 3
Abb.3: Entdeckung von ertragsrelevanten Genen in Blättern, Phloem, und Speicherwurzeln mit folgender Kombination

Im Gegensatz zu bereits sehr ertragsoptimierten Nutzpflanzen wie z.B. Weizen oder Mais, sind die Erträge von Cassava oft noch niedrig. Eine nachhaltige Ertragssteigerung würde daher die Nahrungssicherheit von Millionen Menschen verbessern. Deshalb arbeiten wir an der biotechnologischen Verbesserung des Cassava Ertrags.

Leider ist dieses Ziel noch nicht zum Greifen nahe und eine biotechnologische Verbesserung bedingt ein tiefgreifendes Verständnis der Pflanze. Unsere Arbeit beinhaltet deshalb auch sehr viel Grundlagenforschung um die physiologischen und biochemischen Prozesse dieser spannenden Pflanze besser zu verstehen.

Abbildung 4
Abb.4: Verschiedene Stadien der Cassava Transformation

Wir forschen vor allem an der Regulation des Kohlenstoffwechsels in autotrophen- und heterotrophen Pflanzengeweben, dem Assimilat Transport, sowie der pflanzlichen Entwicklung. Innerhalb dieser Prozesse versuchen wir Gene mit positiven Auswirkung auf den Ertrag zu identifizieren und sie eventuell miteinander zu kombinieren um einen noch stärkeren Effekt zu erzielen (Abb. 3).

Abbildung 5
Abb.5: Cassavapflanzen im Gewächshaus

Wir testen die Gene mit Hilfe von transgenen Cassavapflanzen, die wir entweder selbst oder mit Hilfe unserer Kooperationspartner an der ETH Zürich erstellen. Dabei kommen ausgefeilte Gewebekulturprotokolle zum Einsatz die aus de-differenzierten Zellen wieder ganze Pflanzen regenerieren (Abb. 4).

Die von uns veränderten Cassavapflanzen werden zunächst in unseren Gewächshäusern mit verschiedensten Methoden untersucht. Pflanzen die besser wachsen als ihr jeweiliger genomischer Hintergrund sind dabei natürlich besonders interessant (Abb. 5).

Abbildung 6
Abb.6: Gasaustausch Messungen an Cassava mit zwei Messköpfen

Neben der Erfassung von Wachstumsparametern und physiologischer Studien wie z.B. Photosynthese Messungen (Abb. 6), kommen bei uns alle gängigen Techniken molekularer Pflanzenforschung wie z.B. Transkriptom- und Proteomanalysen (Abb. 7) regelmäßig zum Einsatz.

Abbildung 7
Abb. 7: Beispiel einer gewichteten Gennetzwerk Korrelationsanalyse mit sieben verschiedenen Geweben

Auch zahlreiche Metabolit Messungen gehören zu unserem Standardrepertoir. So gewähren uns z.B. enzymatische Zuckermessungen und Massenspektrometrie-basierte Methoden Einblicke in den pflanzlichen Primärmetabolismus (Abb. 8).

Abbildung 8
Abb. 8: Enzymatische Bestimmung von Glucose, Fructose und Saccharose (A) und chromatografische Bestimmung von phosphorylierten Intermediaten (B)

 

Abbildung 8
Abb. 9: Charakterisierung eines Cassava Promoters mit Hilfe von stabil-transformierten Promoter-Reporter Pflanzen

 

Zusätzlich zur Analyse von ertragsrelevanten Genen arbeiten wir auch an der Entwicklung von besseren Werkzeugen zur Erzeugung transgener Pflanzen wie z.B. verbesserte Transformationsprotokolle oder die Identifizierung gewebespezifischer Promotoren (Abb. 9).

Abbildung 10
Abb. 10: Speicherwurzelquerschnitt einer mit einer fluoreszierenden Substanz beladenen Pflanze

Desweitern führen wir auch verschiedene Studien an Cassava Wildtyp (WT) Pflanzen und verschiedenen Zuchtsorten durch um grundlegende physiologische Prozesse der Cassavapflanze wie z.B. die Speicherwurzelbildung oder den Assimilat Transport besser zu verstehen.

Abbildung 11
Abb. 11: Cassava Source-Sink Projektpartner

So haben wir zum Beispiel mit Beladungsexperimenten mit fluoreszierenden Substanzen die zelluläre Konnektivität von Cassava Stämmen und Speicherwurzeln aufgeklärt (Abb. 10).

Unsere Arbeitsgruppe ist in das Cassava Source-Sink (www.cass-research.org) Projekt (CASS) eingebettet und hat durch unsere zahlreichen Partner Zugriff auf ein größeren Netzwerk von pflanzenbiologischen Techniken und Expertisen (Abb. 11).

 

Wir pflegen enge Kooperationen mit:

  • International Institute of Tropical Agriculture (IITA), Bioscience, Ibadan, Nigeria
  • National Root Crops Research Institute (NRCRI), Umudike, Nigeria
  • Chung-Hsing University (NCHU), Advanced Biotechnology Center, Taichung, Taiwan
  • Sainsbury Laboratory Cambridge University (SLCU), Cambridge, United Kingdom
    Abbildung 12
    Abb. 12: Verschiedene Phasen der Feldtestung an der NCHU Taichung, Taiwan
  • Boyce Thompson Institute, Plant Research (BTI), Ithaca NY, USA
  • Eidgenössische Technische Hochschule (ETH), Biochemie, Zürich, Schweiz.
  • Technische Universität Kaiserslautern, Lehrstuhl für Pflanzenphysiologie, Deutschland
  • Forschungszentrum Jülich, Institut für Bio- und Geowissenschaften, Deutschland
  • Max-Planck-Institute, Molekulare Pflanzenphysiologie, Deutschland

Mit Hilfe unserer Partner haben wir eine vollständige Pipeline von der Erstellung transgener Pflanzen, über die Labor- und Gewächshausanalyse, bis hin zur Feldtestung aufgesetzt (Abb. 12).

 

Versuchsfeld in Taiwan: 3 Monate alte Maniok-Pflanzen

 

Versuchsfeld in Taiwan: Kurz vor der Ernte


Abbildung 13
Abb. 13: Cassava Feldtestung am IITA Ibadan, Nigeria.

Unsere Feldversuche finden gemeinsam mit der NCHU Taichung, Taiwan und dem IITA Ibadan, Nigeria (Abb. 13) statt.

An beiden Standorten testen wir transgene Cassavapflanzen mit Änderungen im Source-Sink Stoffwechsel. Am IITA Ibadan wird außerdem Cassava auf konventionelle Art gezüchtet und wir arbeiten zusammen an zahlreichen Projekten zur Charakterisierung dieser Genotypen.

Unsere Arbeitsgruppe und das gesamte Cassava Source-Sink Projekt hoffen einen kleinen Beitrag zur Verbesserung der Nahrungssicherheit afrikanischer Kleinbauern leisten zu können. Wenn ihr euch auch für Cassava interessiert oder uns bei unserem Projekt unterstützen wollt, meldet euch gerne bei wolfgang.zierer@fau.de.

 

Bioanalytik – AG Jörg Hofmann

Die Bioanalytikgruppe betreibt eine Metabolomikplattform und eine Proteomikplattform zur qualitativen und quantitativen Analyse von Biomolekülen. Zentrale Projekte schließen gerichtetes und ungerichtetes Metabolit-Profiling ein. Zur Zeit besteht unsere Plattform aus folgenden Komponenten:

Metabolomik Plattform

LC/MS-MS System

  • ABI/MDS-Sciex QTRAP-3200 (Massenspektrometer)
  • Dionex ICS-3000 Ionenaustausch-HPLC (Metabolitanalyse)
  • Dionex ULTIMATE-3000 HPLC (Metabolitanalyse)

Weitere Geräte

  • Dionex SUMMIT P680 HPLC (Metabolitanalyse)
  • Shimadzu GCMS-QP2010S mit GC-2010 (Fettsäureanalyse)
  • Äkta Purifier HPLC (Proteinreinigung)
  • Pharmacia P-800 FPLC (Niederdrucksystem)
  • Packard Flow Scintillation Analyser (Radioaktive Moleküle)
  • BIO-TEK ELISA Mikrotiterplatten-Fotometer (Visuell/Fluoreszenz)
  • Goebel UVIKON-XL Spektrofotometer (UV/Vis)

Nutzung

Für die Verwendung der Analyseplattform ist nach vorheriger Absprache unter Beachtung der Nutzungsordnung   (PDF)   ein Probenformular per E-Mail anzufordern, auszufüllen und per E-Mail einzusenden an:   joerg.hofmann (at) fau.de

Das Kernstück unserer LC-MS/MS-Analytikplattform ist ein vielseitig einsetzbares Hybrid-Massenspektrometer des Typs QTRAP-3200. Seine Einsatzstärke ergibt sich aus der Kombination eines dreifach-kaskadierten Massenfilters (Triple-Quadrupole) welches für höchste Selektivität sorgt, mit einer linearen Ionenfalle, welche umfangreiche Möglichkeiten zur Strukturaufklärung bietet. Das Dreifachmassenfilter in Kombination mit speziell gestalteten Schnittstellen der Ionenquelle (Stickstoffvorhang) erlaubt die Analyse relativ stark verunreinigter Proben. Zur Messung instabiler Moleküle lässt sich den Härtegrad der Ionisation beeinflussen, durch Auswahl zweier Ionenquellen ( Gas assisted Electro Spray Ionisation (ESI), Atmospheric pressure chemical ionisation (APCI) ) eine optimale Anpassung an verschiedene Substanzklassen erzielen. Die Ionenquelle erhält einen konstanten Eingangsstrom von Analyten nach Auftrennung in einer Ionenchromatografie-Anlage (ICS-3000) oder eines HPLC-Systems (ULTIMATE-3000).
Die inerte ICS-3000-Anlage eignet sich speziell zur Ionenaustauschchromatografie z.B. von Kohlehydraten und phosphorylierten Intermediaten. Sie erzeugt ein „reaktantfreies“ Laufmittel welches für Massenspektrometrie erforderlich ist und ist mit eigenen Detektoren ausgestattet (Leitfähigkeitsdetektor für z.B. phosphorylierte Intermediate, elektrochemischer Detektor für z.B. Zucker). In Verbindung mit dem QTRAP-Massenspektrometer können wir dieses System für ein gerichtetes Metabolit-Profiling mit hohem Dynamikumfang einer umfangreichen Palette von Verbindungen einsetzen.
Die Kopplung der ULTIMATE-3000-HPLC mit einem UV/Vis Photodiode Array Detector (PDA) ermöglicht eine 3D-Visualisierung von Fluoreszenzsignalen zur schnellen Identifikation und genauen Bestimmung von z.B. Pigmenten wie Carotinoiden oder Chlorophyll.
Ein weiteres HPLC-System (Dionex SUMMIT) ausgestattet mit einem Fluoreszenzdetektor erlaubt die sensitive Messung von Verbindungen wie Tocopherol und (derivatisierter) Aminosäuren mittels Reversed Phase- (RP-)Chromatografie.
Die GC/MS-Anlage (Shimadzu) setzen wir zur Bestimmung von stark hydrophoben Molekülen wie Fettsäuren ein.
Weitere Geräte erweitern unser Methodenspektrum: Simultananalysen grösserer Probenzahlen z.B. zur Zucker-Bestimmung können wir mit einem Mikrotiterplatten-Fotometer (96-well ELISA plate reader) mit Waschgerät und Fluoreszenzdetektor sowie zwei Uvikon UV/Vis-Spektrofotometern durchführen. Ein Flow Scintillation Analyser (Packard) ermöglicht uns radioaktiv markierte Verbindungen nach chromatografischer Auftrennung zu detektieren. Ferner steht uns ein gekühlter Äkta-Purifier (HPLC, General Electric) und eine Pharmacia-FPLC für die Proteinanalytik zur Verfügung.
Diese Ausrüstung erlaubt die parallele Untersuchung von Metaboliten in komplexen Gemischen und unterstützt Projekte zur Erforschung von Interaktionen zwischen Pflanzen und Mikroorganismen sowie des pflanzlichen Primär-Stoffwechsels ( AG S.Sonnewald, AG U.Sonnewald. Daneben werden auch Verbindungen zwischen Pflanzenzellen (Plasmodesmata) auf biochemischer und molekularer Ebene analysiert.

Proteomik Plattform

Innerhalb des Zentralprojekts Z1 im Sonderforschungsbereich SFB796 wurde 2014 ein Proteomik-Labor eingerichtet. Dies ermöglicht die Identifikation und Analyse von Proteinen und Proteinkomplexen inklusive ihrer post-translationalen Modifikationen, basierend auf hochauflösender Massenspektrometrie.

Zentrale Komponenten der Plattform sind die Systeme Ultimate 3000 nano-HPLC und Orbitrap Fusion Tribrid zur bioanalytischen Forschung im Bereich Proteomik. Optimierte Verfahren der Probenvorbereitung und Analyse ermöglichen uns in Aufreinigungsfraktionen, intakten Proteingemischen, SDS-PAGE Bands/Spots und immunopräzipitierten Proteinen (On/Off-Beads) die Identifikation von

  •   Interaktionspartnern
  •   PTMs
  •   Unterschieden auf Proteinebene (z.B. Wildtyp vs. Mutante, Transfektion, Differenzielle Expression, Stresseinfluss)
  •   Proteom/Sekretom Studien

Spezielle Projekte wie Biomarker-Erkennung, Quantifizierung (Labelled/Label-free) und Phosphoproteom-Analyse befinden sich in der Entwicklungsphase.

Betrieb und Management der Plattform:   Jörg Hofmann

Für weitere Auskunft kontaktieren Sie:   joerg.hofmann (at) fau.de ,   uwe.sonnewald (at) fau.de

Formular zur Einreichung von Proben:
PDF als Datei herunterladen, ausfüllen, in eine PDF-Datei ausdrucken und per E-Mail senden.

Zellbiologie der Hefe – AG Christian Koch

Wir studieren Regulatoren der Zellteilung in der Bäckerhefe Saccharomyces cerevisiae und untersuchen die Interaktion phytopathogener Pilze mit ihrem Wirt. In der Hefe werden genetische und biochemische Methoden eingesetzt, um Transkriptionsfaktoren zu analysieren, die an der Zellzykluskontrolle beteiligt sind. Zusammen den Arbeitsgruppen von U. Sonnewald werden Modelle kompatibler Pilz- Pflanzen Interaktion charakterisiert. Diese Studien konzentrieren sich auf die Identifizierung pilzlicher Virulenzfaktoren und Effektoren.

Zellbiologie der Hefe

Regulierte Genexpression ist nicht nur eine der entscheidenden Determinanten der Differenzierung und Entwicklung, sondern auch wichtig für die Koordination bzw. korrekte Abfolge von Ereignissen des Zellzyklus. Insbesondere wird die Entscheidung ob Zellen am „restriction point“ in der späten G1-Phase einen neuen Zellzyklus starten über die regulierte Transkription von S-Phase- und Cyclingenen getroffen. Um zu verstehen wie die Expression dieser Gene reguliert wird, studieren wir die Struktur, Funktion und Regulation der Transkriptionsfaktoren Swi4, Mbp1 und Swi6. Das Timing ihrer Aktivierung in der späten G1-Phase ist vor allem für die Kontrolle der Zellgröße von entscheidender Bedeutung. Um neue Regulatoren der Größenkontrolle zu identifizieren, werden zudem Mutanten mit veränderter Zellgröße untersucht. So konnten wir zeigen, dass der Histondeacetylasekomplex Rpd3/Sin3 wichtig ist, um in Tochterzellen einen vorzeitigen Eintritt in die S-Phase zu verhindern. Es ist inzwischen recht gut etabliert, dass viele Schritte der Polymerase II – abhängigen Genexpression über die regulierte Assoziation verschiedener Multiproteinkomplexe mit der Polymerase selbst koordiniert werden. Einer der Pol II asssoziierten Komplexe ist der Paf1-Ctr9 Komplex, dessen Komponenten wir studieren. Paf1 wechselwirkt mit der elongierenden Polymerase und hilft verschiedene Prozesse des Transkriptionszyklus wie Histonmethylierung zu koordinieren.

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Phytopathogene Pilze

Wir erforschen die Interaktion der Modellpflanze Arabidopsis thaliana mit dem pathogenen Ascomyceten Colletotrichum higginsianum. Da sowohl das Pathogen als auch der Wirt molekulargenetisch manipulierbar sind, ist dieses Pathosystem sehr gut geeignet, die molekularen Mechanismen der Pathogenität zu untersuchen. C. higginsianum gehört zu der Gruppe der hemibiotrophen Pilzen, zu der einige der landwirtschaftlich bedeutsamen Pathogenen wie z.B. das Reispathogen Magnaporthe grisea gehören. Derzeit konzentrieren sich unsere Forschungsarbeiten auf die genetische Identifizierung pilzlicher Pathogenitätsgene durch Insertionsmutagenese. Kollektionen von Insertionsmutanten werden über Agrobacterium vermittelte Transformation des Pilzes (ATMT) erzeugt. Dabei sind wir besonders an der frühen, biotrophen Phase der Pathogenität und an der Identifizierung pilzlicher Effektoren interessiert. In einem weiteren Projekt verwenden wir fluoreszierende Proteinfusionen, um den Infektionsprozess auf zellulärer Ebene zu analysieren.

Illustration:

Fluoreszenzmarkierte Zellkerne und Membranen von C. higginsianum, Appressorien von C. higginsianum

Biocomputing – AG Stephan Reinert

Lebensmittelsicherheit, Verbraucherwünsche, und die zunehmend Gefahren durch die globale Klimaveränderung motivieren Pflanzenzüchter rasch umsetzbare und effiziente Wege zu finden, neue Kultursorten zu entwickeln. Deshalb ist es von höchster Bedeutung ein genaues und tiefgehendes Wissen über die abiotische Stresstoleranz und den zugrundeliegenden genetischen Faktoren zu erhalten, um neue Ansätze zur Optimierung von Nutzpflanzen zu entwickeln. Das Ziel unserer Forschung ist die Analyse verschiedener Nutzpflanzen, um Kandidatengene, allelische Variationen und genetische Marker zu entdecken, welche mit agronomisch wichtigen Merkmalen assoziiert sind. Mit diesem Wissen können wir gezielt Anbauerträge, Qualität und Nachhaltigkeit verbessern. Um dies zu erreichen, setzen wir moderne statistische und bioinformatische Methoden aus den Bereichen der quantitativen und Populationsgenetik ein. Mit Hilfe dieser Methoden sind wir in der Lage Datensätzen aus Genomik, Transkriptomik, Metabolomik und Phänomik zusammenzuführen, um eine ganzheitliche Analyse zu ermöglichen. Dies erlaubt uns, genregulatorische Netzwerke und die genetischen Komponenten komplexer Merkmale zu identifizieren und neue Ansätze für die molekulare Züchtung zu erarbeiten.

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Forschungsgebiet:

Aktuell arbeiten wir in zwei Hauptprojekten an der Verbesserung wichtiger stärkeproduzierender Nutzpflanzen:

1) Verbesserung von Ertragsparametern von Cassava (Manihot esculenta)

Cassava (Manihot esculenta) ist ein Strauchgewächs, welches stärkehaltige unterirdische Speicherwurzeln entwickelt. Cassava zählt als eine der wichtigsten Nutzpflanzen weltweit, besonders in den tropischen und subtropischen der Erde. Obwohl Cassava als eine der wichtigsten Grundnahrungsmittelpflanzen für mehr als 800 Millionen Menschen in den Amerikas, Afrika und Asien zählt, wird Cassave hauptsächlich von Kleinbauern angebaut. Aufgrund des begrenzten Zugangs zu modernen landwirtschaftlichen Geräten und Chemikalien, wie Landmaschinen, Dünger und Pestiziden sind Kleinbauern abhängig von Pflanzen, die selbst unter suboptimalen Bedingungen hohe Erträge erzielen. Aus diesem Grund fokussiert sich unsere Forschung, als Teil des Cassava Source-Sink (CASS)-Projektes, auf die Entwicklung resistenter sowie ertragsoptimierter Cassavasorten, welche wir subsaharischen Kleinbauern in Afrika zur Verfügung stellen wollen, um die Grundernährung sicherstellen zu können.

Unglücklicherweise ist die konventionelle Züchtung von Cassava sehr zeitintensiv. Außerdem braucht es oft viele Jahre, bis eine verbesserte Cassavasorte marktreif ist. Aus diesem Grund arbeiten wir, als bioinformatischer Projektpartner des CASS-Projekts, daran, den konventionellen Prozess der Cassavazüchtung unter der Verwendung verschiedenster bioinformatischer Methoden zu beschleunigen. Hierfür verwenden wir modernste „Omics“-Technologien wie Transkriptomik, Genomik, expressionsbasierte genomeweite Assoziationsstudien (eGWAS), transkriptomweite Assoziationsstudien (TWAS) sowie vergleichende Analysen (Clustering-, Assoziations-, Regressions- und Dimensionsreduktions-Methoden). Im Rahmen dieser Analysen sind wir besonders an agronomischen, agro-morphologischen und biotischen/abiotischen Resistenzmerkmalen interessiert.

Als Teil des CASS-Projektes pflegen wir eine enge Zusammenarbeit mit nationalen und internationalen Forschungseinrichtungen:

  •   Eidgenössische Technische Hochschule (ETH), Zürich, Schweiz.
  •   International Institute of Tropical Agriculture (IITA), Ibadan, Nigeria.
  •   National Root Crops Research Institute (NRCRI), Umudike, Nigeria.
  •   Institut für Bio- und Geowissenschaften, Forschungszentrum Jülich, Deutschland.
  •   Max-Planck-Institut für molekulare Pflanzenphysiologie, Golm, Deutschland.
  •   Technische Universität Kaiserslautern, Germany.
  •   University of Cambridge, UK.
  •   University of Helsinki, Finnland.
  •   Boyce Thompson Institute for Plant Research, Cornell University Campus, Ithaca, NY, USA.

2) Verbesserung der Hitzetoleranz von Kartoffel (Solanum tuberosum)

Kartoffel zählt als eine der wichtigsten Nutzpflanzen weltweit und liegt lediglich hinter den Getreiden Reis und Weizen. Aufgrund des bisher kontinuierlichen globalen Ertragsanstiegs wird Kartoffel den essenziellen Grundnahrungsmittelpflanzen zugeordnet. Die modernen Kartoffelkultursorten stammen ursprünglich aus den Andenregionen Südamerikas zwischen Bolivien und Peru. Wilde Kartoffel wurde vor ca. 8000 Jahren domestiziert. Allerdings wurden die ersten Kultursorten von Kartoffel erst in den 1570er nach Europa gebracht und haben sich dann von dort im späten 17. Jahrhundert weltweit verbreitet. Heute wird domestizierte Kartoffel weltweit, zwischen den Breitengraden 65°N bis 50°S, angebaut und kann selbst in Höhenlagen von bis zu 4000 m wachsen. Dies zeigt die immense Anpassungsfähigkeit zu verschiedensten Umweltbedingungen von Kartoffel. Trotz dieser besonderen Anpassungsfähigkeit weist Kartoffel eine hohe Sensitivität gegenüber Hitze und Trockenheit auf. Im Besonderen führen hohe Temperaturen (über 20°C) zu einer Reduktion der Knollenbildung und haben damit einen negativen Einfluss auf den Ertrag.

Aus diesem Grund ist unser Ziel die Analyse von verschiedenen Kartoffelsorten unter kontrollierten und hitzegestressten Bedingungen, um genomische Bereiche zu identifizieren die mit einer Toleranz zu Hitze assoziiert sind. Dies ermöglicht uns die Detektion von potenziellen Kandidatengenen zur Verbesserung der Hitzetoleranz von modernen Kartoffelsorten. Hierfür analysieren wir genotypische und phänotypische Informationen von mehr als 250 verschiedenen Kartoffelsorten und korrelieren diese Informationen unter Zuhilfenahme gemischter linearer Modelle (MLM). Diese Methode ist bekannt als genomeweite Assoziationskartierung (GWAS). Eine GWAS ermöglicht die Korrelation von phänotypischen und genotypischen Datensätzen zur Identifikation von Genombereichen, die mit einer spezifischen Merkmalsausprägung assoziiert sind. In unserm Kartoffelprojekt sind wir besonders an den agronomischen Merkmalen Stärkegehalt in Knollen und Ertrag unter Hitzestress interessiert. Unter der Zuhilfenahme von GWAS mit unseren genotypischen und phänotypischen Informationen von den über 250 Kartoffelsorten sind wir in der Lage wichtige potenzielle Kandidatengene zu detektieren, die eine Verbesserung der Hitzetoleranz in Kartoffel erzeugen. Durch die Verwendung dieser potenziellen Kandidatengene in Transkriptom- und Genstrukturanalysen versuchen wir die zugrundeliegenden genetischen Mechanismen und Faktoren der Hitzetoleranz in Kartoffel besser zu verstehen und können diese dann Kartoffelzüchtern als neue Ziele für ihre Zuchtprogramme präsentieren.

Im Rahmen unseren Kartoffelprojektes kollaborieren wir mit verschiedenen Kartoffelzüchtern, Industriepartnern und Forschungseinrichtungen:

  •   Bayerische Landesanstalt für Landwirtschaft, Freising, Deutschland.
  •   Bavaria Saat, Schrobenhausen, Deutschland.
  •   Saatzucht Firlbeck, Atting, Deutschland.
  •   Südstärke, Schrobenhausen, Deutschland.
  •   Vermarktungsgesellschaft Bio-Bauern mbH, Pöttmes, Deutschland.
  •   Landesverband der Saatkartoffel-Erzeugervereinigung in Bayern e.V, Freising, Deutschland.

 

Klimaanpassungen von Kartoffeln –  AG Sophia Sonnewald

Meine Forschungsgruppe interessiert sich hauptsächlich für die Regulation der „source-sink“- Wechselwirkungen während der Pflanzenentwicklung und durch widrige Umweltbedingungen wie z.B. Hitze und Trockenheit. Als Modellsystem verwenden wir hauptsächlich Kartoffelpflanzen. Die Kartoffel gehört zu den wichtigsten Kulturpflanzen der Welt. Ihre Knollen sind ein hervorragendes Grundnahrungsmittel, da sie reich an Stärke sind, wertvolle Mineralien, Vitamine und essentielle Aminosäuren enthalten. Kartoffelpflanzen sind jedoch empfindlich gegenüber Hitze und Trockenheit, und es wird erwartet, dass globale Klimaveränderungen die Ertragsstabilität und die Qualität der Knollen stark beeinträchtigen.

Unsere aktuelle Forschung konzentriert sich auf zwei Hauptthemen:

  • Die Reaktionen von Kartoffelpflanzen auf Hitze und Dürre besser zu verstehen, um sie für die Herausforderungen des Klimawandels zu verbessern
  • Die molekulare Analyse der Kartoffelknollenentwicklung

 

Verbesserte Kartoffelpflanzen für zukünftige Herausforderungen des Klimawandels

Erhöhte Temperaturen beeinflussen viele physiologische Prozesse und Entwicklungsprozesse in Kartoffelpflanzen. Dazu gehören u.a. die verminderte Produktion von Assimilaten durch die Photosynthese und die negativen Auswirkungen auf die Knollenentwicklung, die Stärkeakkumulation und die Qualität von Kartoffelknollen.

Ein wichtiger Regulator dieser Prozesse ist das „Flowering Locus T“-Homolog SP6A, welches ein Schlüsselgen für die Knollenbildung ist. Die Genexpression von SP6A wird durch Hitze verringert, was mit verringerter Knollenbildung und -wachstum einhergeht. In unseren Arbeiten haben wir eine kleine RNA (genannt SES) entdeckt, die durch erhöhte Temperaturen stark induziert wird, an das SP6A Transkript bindet und dieses post-transkriptionell abbaut (Lehretz et al. 2019; siehe Abbildung 1).

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Abbildung 1: Schematische Darstellung der Auswirkungen erhöhter Temperaturen auf den Stoffwechsel und die Entwicklung von Kartoffelpflanzen. Die photosynthetische Kohlenstoffproduktion und -allokation wird gehemmt. Die Transkriptakkumulation des Schlüsselgens für die Knollenbildung SP6A wird durch eine hitzeinduzierte kleine RNA (namens SES) verringert. Zusammen mit der Induktion von Thermomorphogenese und anderen Effekten führt bei Hitze zu einer Hemmung der Knollenentwicklung und/oder einer verringerten Stärkeakkumulation.

  • Gegenwärtig arbeiten wir daran (DFG HotNet) das regulatorische Netzwerk, welches unter Hitzestress in Kartoffelpflanzen wirkt, weiter zu entschlüsseln, indem wir physiologische und biochemische mit molekularen und genetischen Ansätzen kombinieren. Wir nutzen die genetische Variabilität (Abbildung 2), um Zielgene aufzuklären, da wir denken, dass innerhalb der verfügbaren genetischen Ressourcen ein großes Potenzial zur Erhöhung der Ertragsstabilität besteht. Die Kartoffel ist eine komplexe, hochgradig heterozygote, tetraploide Nutzpflanze, die einfache genetische Ansätze erschwert. Zusammen mit der Bioinformatik-Gruppe von Dr. Stephan Reinert führen wir eine detaillierte Phänotypisierung verschiedener tetraploider Sorten durch und möchten mit einem mittels eines GWAS-Ansatzes und durch Transkript-Profiling-Experimente neue, interessante Kandidatengene identifizieren.

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Abbildung 2: Reaktionen auf Hitzestress unterscheiden sich je nach Kartoffel-Genotyp. Erhöhte Temperaturen induzieren eine stärkere Thermomorphogenese (A), eine dramatischere Abnahme des Knollenstärkegehalts (B) und ein häufigeres Auftreten von 2. Knollenwachstum (C) bei anfälligen Sorten als bei toleranten.

  • Im Rahmen des von der EU finanzierten Horizon 2020-Projekts Adapt wollen wir ein besseres Verständnis der Reaktionen von Kartoffelpflanzen auf kombinierten Stress, insbesondere auf Hitze, Trockenheit und Staunässe, gewinnen. Adapt ist ein Forschungskonsortium von 17 Partnern aus führenden akademischen Forschungseinrichtungen, Kartoffelzüchtern, einem gemeinnützigen EU-Verband, einer Regierungsbehörde und einem Entwickler von bildgebenden Hochdurchsatz-Technologien. Ziel ist es, neue Züchtungsansätze und Kartoffelsorten zu identifizieren, die eine Anpassung an sich verändernde Umweltwachstumsbedingungen in der Zukunft ermöglichen. Unter anderem werden wir die Rolle von SP6A und der kleinen regulatorischen RNA SES weiter analysieren. Weitere Informationen und Updates finden Sie auf der offiziellen Webseite des Projekts (adapt.univie.ac.at) und auf dem Twitter-Account (@eu_Adapt).
  • Veränderte Umweltbedingungen führen auch zu einem reduzierten Knollenstärkegehalt und können Zwiewuchs bei Knollen verursachen (Abb. 2b, c). Beide Merkmale führen zu einem Qualitätsverlust der Knollen und erschweren deren Verwendung. Daher versucht meine Gruppe, die zugrundeliegenden molekularen Mechanismen aufzuklären.

 

Molekulare Analyse der Kartoffelknollenentwicklung

  • Die Entwicklung von Kartoffelknollen hängt stark von Stoffwechsel- und Entwicklungssignalen der Blätter ab. Der photoperiodische Weg mit Constans und SP6A als Schlüsselregulatoren spielt eine wichtige Rolle dabei und steuert die Knollenbildung und deren Wachstum. Jüngste Arbeiten deckten auf, dass SP6A mit Saccharose-Efflux-Transportern wie Sweet11b interagiert und dadurch die Assimilat-Translokation zu sich entwickelnden Knollen fördern kann. Auch wenn unser Wissen in letzter Zeit zugenommen hat, gibt es noch viele offene Fragen zur Wirkungsweise und den endogenen und umweltbedingten Regulatoren. Wir führen derzeit molekulare und biochemische Analysen durch, um (i) die Rolle des Blaulichtrezeptors FKF1 bei der Regulierung der Knollenentwicklung zu entschlüsseln und (ii) um ein besseres Verständnis dafür zu erhalten, wie SP6A die Assimilationsverteilung und die „Source-Sink“- Beziehungen verändert.

 

Pflanzen-Biochemie und -Biotechnologie – AG Uwe Sonnewald

Die AG beschäftigt sich mit anwendungsorientierter Grundlagenforschung in den Bereichen Pflanzenwachstum und -entwicklung sowie mit Aspekten der Synthetischen Biologie. Pflanzenwachstum wird durch interne und externe Faktoren reguliert, wobei prognostizierte Klimaveränderungen eine große Herausforderung für die Landwirtschaft darstellen. In diesem Zusammenhang untersuchen wir molekulare Hintergründe der Anpassung von Pflanzen an Hitze- und Dürreperioden, um sie fit für den Klimawandel zu machen. Um die Produktivität von Nutzpflanzen wie Kartoffel oder Maniok zu erhöhen verfolgen wir einen biotechnologischen Ansatz zur Verbesserung der Assimilatproduktion, -verteilung und -nutzung. Im Bereich der Synthetischen Biologie versuchen wir durch gezielte Protein-Protein Wechselwirkungen den pflanzlichen Stoffwechsel so umzuprogrammieren, dass er besser an zukünftige Klimabedingungen angepasst ist. Ein Kernstück dieser Arbeiten stellen intermolekulare, bruchfeste und spezifische Proteinverknüpfungen dar ( doi: 10.1186/s13007-020-00663-9 ; doi: 10.1371/journal.pone.0179740 ).

 

Anpassung an den Klimawandel:

Gemäß unabhängiger Klimamodelle ist innerhalb der nächsten Dekaden mit einer Umverteilung der jährlichen Niederschläge und einem Anstieg der Durchschnittstemperaturen in Deutschland zu rechnen. Es ist jedoch kaum erforscht, welche Anpassungsmechanismen Nutzpflanzen besonders effektiv gegen kombinierten Hitze- und Trockenstress schützen können. Bereits eine moderate Erhöhung der atmosphärischen Temperatur kann drastische Effekte auf die Ertragsbildung der Kartoffelpflanzen haben.

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Um die molekularen Hintergründe der durch Trockenheit und Hitze induzierten Ertragseinbußen besser zu verstehen, werden in internationalen und nationalen Forschungsprojekten unterschiedliche Kartoffelgenotypen unter kontrollierten Gewächshaus- und Feldbedingungen angebaut und ihre Ertragsbildung unter Stress vergleichend analysiert. Durch die Kombination aus Genotypisierung mittels Sequenzierung, molekularer, biochemischer, physiologischer und agronomischer Phänotypisierung werden ertragsrelevante Genombereiche vorhergesagt und validiert. Hierdurch werden relevante Prozesse, Gene bzw. Allele identifiziert, die sowohl züchterisch als auch biotechnologisch genutzt werden können. Darüber hinaus werden gezielt Untersuchungen zu bekannten Prozessen durchgeführt. Derzeitige Ergebnisse deuten darauf hin, dass erhöhte Temperaturen u.a. die Expression eines knollen-induzierenden FT-Signals unterdrückt, wodurch die Knollenbildung stark vermindert wird ( doi: 10.1111/pce.13366 ). Das als SP6A (Self-Pruning 6A) bezeichnete FT-Protein gehört zu den Phosphatidylethanolamine-Binding Proteins (PEBP) welche u.a. durch die Inhibierung der Aktivität der SWEET Proteine die Assimilatversorgung der Knollen unterstützen ( doi: 10.1016/j.cub.2019.02.018 ). Die molekulare Wirkung von SP6A ist derzeit Inhalt intensiver Forschungsarbeiten. Hierbei haben erste Untersuchungen gezeigt, dass SP6A u.a. durch eine kleine RNA (SES) reguliert wird. Die Expression der regulatorischen RNA wird durch erhöhte Temperaturen induziert, wodurch die Akkumulation der SP6A mRNA posttranskriptionell vermindert wird ( doi: 10.1016/j.cub.2019.04.027 ). Durch gezielte Beeinflussung der Expression von SP6A bzw. SES wird nach Wegen gesucht Kartoffelgenotypen zu erzeugen, die dem erwarteten Klimawandel trotzen können. Um dieses Ziel zu erreichen werden sowohl klassisch züchterische, als auch biotechnologische (Genomeditierung, transgene Pflanzen) Verfahren eingesetzt. Ähnlich der Analysen zur Hitzetoleranz versuchen wir die Anpassung der Kartoffel an Trockenstress zu verbessern. Hierzu verfolgen wir Ansätze zur Optimierung des Wasserverlustes durch Transpiration oder der Wasseraufnahme durch Verbesserung des Wurzelwachstums. Durch die kombinierte Expression einer schließzellspezifischen Hexokinase und SP6A konnten in diesem Zusammenhang erste Kartoffelpflanzen erzeugt werden, die kombinierter Trockenheit und Hitze im Gewächshaus widerstehen können. Diese vielversprechenden Ergebnisse liefern die Grundlage für weitere Forschungsarbeiten die hoffentlich zu klimaangepassten Kartoffelsorten führen.

 

Verbesserung der Source-Sink Verhältnisse in Nutzpflanzen:

 

Der Ertrag von Nutzpflanzen wird maßgeblich durch das Wechselspiel zwischen Blättern und Speicherorganen bestimmt. Hierbei überführen die Blätter atmosphärisches Kohlendioxid in organische Kohlenstoffverbindungen (ein Prozess der Photosynthese genannt wird), wobei als „Abfallprodukt“ Sauerstoff entsteht. Da ausgewachsene Blätter tagsüber mehr Kohlenhydrate produzieren, als sie nachts verbrauchen, können sie den Überschuss anderen Organen zur Verfügung stellen. Man bezeichnet die Blätter als Source (Quellen) Organe. Die überschüssigen organischen Verbindungen werden von den Blättern über das Leitbahnsystem der Pflanze in verbrauchende oder speichernde Gewebe (Sink Organe) transportiert. Angekommen in heterotrophen Geweben, werden die Verbindungen entweder für das Wachstum (z.B. Wurzeln) oder die Speicherung (in Samen, Knollen, etc.) eingesetzt. Je mehr Assimilate zum Aufbau von Speichersubstanzen verwendet werden, desto größer ist der Ertrag. Daher richten sich die Interessen der Pflanzenzüchtung darauf, soviel Assimilate wie möglich in Speicherorgane einzulagern. Das Verhältnis zwischen Gesamtbiomasse und erntebarer Biomasse bezeichnet man hierbei als Ernteindex. Im Rahmen zweier internationaler Forschungsprojekte ( www.photoboost.org ; cass-research.org ) versuchen wir gezielt das Wechselspiel zwischen Blatt und Speicherwurzel der Maniokpflanzen bzw. zwischen Blatt und Speicherknolle der Kartoffelpflanzen zu verändern, so dass höhere Erträge realisiert werden können. Hierbei liegt das Augenmerk auf der simultanen Verbesserung sowohl des Blattstoffwechsels (Source), des Transports (Phloem) als auch des Stoffwechsels der Speicherwurzeln/ -knollen (Sink). Die Ansätze des Maniokprojektes sind in der Veröffentlichung von Sonnewald et al., 2020 ( doi: 10.1111/tpj.14865 ) zusammengefasst. Übergeordnete Ansätze werden in Fernie et al., 2020 ( doi: 10.1038/s41477-020-0590-x ) beschrieben.